Hypoglycemic Effects and Myocardial Protection of Sanghuangporus vaninii Polysaccharide on Diabetes Rats
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摘要: 为探究杨树桑黄多糖（SP）对II型糖尿病大鼠降血糖效果及心肌保护作用，本文采用高糖高脂饲喂联合链脲佐菌素（STZ）诱导构建2型糖尿病（T2DM）大鼠模型，随机分为模型组（DM）、阳性对照组（MET）、低、中、高剂量杨树桑黄多糖组（SPL、SPM、SPH），以及正常组（CN），共六组进行饲养。4周灌胃连续干预后测定并记录大鼠的体重数据及多项生理生化指标，并对大鼠的胰腺及心肌组织进行病理学观察。结果表明，SP各剂量组与DM组相比均可改善T2DM大鼠体重下降，并可以显著降低空腹血糖值及血清胰岛素水平，改善其葡萄糖耐量（P<0.01或P<0.05）。SP组随着多糖剂量的增加，降低了血清总胆固醇（TC）、甘油三酯（TG）和低密度脂蛋白胆固醇（LDL-C）水平（P<0.01或P<0.05），高密度脂蛋白胆固醇（HDL-C）无明显变化；心肌酶乳酸脱氢酶（LDH）活力极显著下降（P<0.01）；上调了总超氧化物歧化酶（SOD）和过氧化氢酶（CAT）活性（P<0.01或P<0.05），极显著下调了丙二醛（MDA）含量（P<0.01）。同时，SPM和SPH组降低了大鼠心肌组织中白介素-1β（IL-1β）和白介素-6（IL-6）的含量。HE染色结果表明，与DM组相比，SP各组的胰岛细胞数目明显增加，细胞更加完整；经SP干预后与DM组相比，心肌组织细胞间隙均匀，空泡化减少，其中SPH组改善效果最明显。综上所述，杨树桑黄多糖具有保护T2DM大鼠胰腺和心脏组织结构、调节血糖水平、降低血脂、减轻胰岛素抵抗等抗糖尿病作用。Abstract: To examine the hypoglycemic effects and myocardial protection of Sanghuangporus vaninii polysaccharide (SP) in T2DM rats, these effects were assessed in rats fed a high glucose and high fat diet combined with streptozotocin (STZ). The rats were randomly assigned to one of the following six groups: the diabetes mellitus (DM), metformin (MET), low-, medium-, and high-dose SP (SPL, SPM, and SPH), and control (CN) groups. Following 4 weeks of continuous intervention by gavage, the weights and multiple physiological and biochemical indicators of rats were measured and recorded, and performed pathological observations of the pancreatic and myocardial tissues of rats. Results revealed that SP at all assessed doses could reduce weight loss in T2DM rats compared to the DM group, significantly reduce fasting blood glucose and serum insulin levels, and improve glucose tolerance (P<0.01 or P<0.05). With an increase in the dosage of SP, serum total cholesterol (TC), triglyceride (TG), and low density lipoprotein cholesterol (LDL-C) levels in the SP-fed rats reduced (P<0.01 or P<0.05), whereas no significant changes in high-density lipoprotein cholesterol (HDL-C). Furthermore, there was a significant reduction in lactate dehydrogenase (LDH) activity (P<0.01), an upregulation of total superoxide dismutase (SOD) and catalase (CAT) activities (P<0.01 or P<0.05), and a significant reduction in malondialdehyde (MDA) content (P<0.01). Additionally, the SPM and SPH treatments reduced the levels of interleukin-1β (IL-1β) and interleukin-6 (IL-6) in rat myocardial tissues. HE staining revealed a significant increase in the number of pancreatic islet cells in SP group rats than in the DM group rats, and the cells were more complete. Compared with the DM group, the myocardial tissue showed uniform cell gaps and reduced vacuolization after SP intervention, with the SPH group exhibiting the most significant improvement. In summary, SP can protect the structure of pancreatic and cardiac tissues, regulate blood sugar levels, reduce blood lipid contents, reduce insulin resistance, and have anti-diabetic effects in T2DM rats.
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桑黄别名桑臣、桑耳[1]，是一种十分珍贵的大型药用真菌，在分类学上隶属锈革孔菌科桑黄孔菌属[2]。桑黄含有多糖[3]、黄酮[4]、三萜[5]和多酚[6]等多种活性成分，具有抗氧化、抗肿瘤、免疫调节、抗炎、降血糖等功效[7−8]。根据生树种不同，分为桑树桑黄（Sanghuangporus sanghuang）、杨树桑黄（Sanghuangporus vaninii，S. vaninii）、暴马桑黄（Sanghuangporus baumii）等19种[9−10]。目前对S.vaninii的研究主要集中在液体发酵[11]、提取方法、成分测定以及桑黄共有的药理活性[12]。桑黄在食品、药品等方面都有很好的开发应用价值[13]。液体发酵能够提供最佳的营养，使菌丝迅速繁殖[14]，在短时间可达到一定生物量[15]，是桑黄得以高效开发应用的有效方法之一。
全球公共卫生问题最严重之一便是2型糖尿病（type 2 diabetes，T2DM），据2021年统计，全球有5.37亿人患有此病[16]。目前中国糖尿病患者约占全球糖尿病患者的1/4，其中绝大多数为T2DM患者[17]。T2DM的患病率与死亡率不断上升，给国家以及个人都带来了繁重负担[18]。糖尿病可导致多种并发症，如糖尿病心血管疾病、糖尿病足、神经病变等[19]，其中造成糖尿病患者死亡的主要原因之一是糖尿病心脏病[20−21]，是较为严重的慢性并发症之一[22]，主要表现为糖尿病伴发或并发的心脏微血管、大血管、心肌病及心脏自主神经功能紊乱的病变，数据显示，约3/4糖尿病患者死亡原因与其相关[23−25]。糖尿病患者患心血管疾病的概率是非糖尿病患者的四倍[26]。糖尿病心脏病往往会对患者的多个器官造成损害，严重降低生活质量，甚至威胁生命[26]。
目前糖尿病药物多为化学合成类药物，其副作用逐渐显现。因此，从膳食中获得有效、安全的抗糖尿病成分对防治T2DM及其并发症具有重要意义。Feng等[27]发现，桑黄多糖可改善耐糖量并显著降低糖尿病小鼠空腹血糖水平。Hu等[28]发现桑黄多糖减轻了糖尿病小鼠的病理变化，并下调了白介素-1β（interleukin-1β，IL-1β）和白介素-6（interleukin-6，IL-6）水平。王朝瑞[29]发现桑黄多糖能缓解T2DM模型大鼠血糖升高的糖尿病症状。刘梦凡等[30]发现桑黄粗多糖具有抗氧化和降血糖的能力。诸多研究表明桑黄多糖对糖尿病有治疗效果，但是对糖尿病患者心肌是否具有保护作用却不明确，因此本研究拟通过链脲佐菌素（streptozotocin，STZ）与高糖高脂饲料诱导构建T2DM大鼠模型，明确杨树桑黄多糖（Sanghuangporus vaninii polysaccharide，SP）对T2DM大鼠心脏的保护作用，以期为该食用菌的临床应用提供实验依据。
1. 材料与方法
1.1 材料与仪器
48只（180~200 g）SPF级SD雄性大鼠 生产许可证号：SCXK（辽）2020-0001，辽宁长生生物技术股份有限公司；由20%蛋白、20%碳水化合物、60%脂肪组成的高糖高脂饲料 戴茨生物科技（无锡）有限公司；S. vaninii 菌种保存于延边大学食（药）用真菌研究所，编号ST；10%福尔马林固定液 北京索莱宝生物科技有限公司；链脲佐菌素 纯度≥98.0%，美国Sigma公司；盐酸二甲双胍片 中美上海施贵宝制药有限公司；胰岛素试剂盒 上海酶联生物科技有限公司；二甲苯 分析纯，泉瑞科技（苏州）有限公司；苏木素染色、伊红染色 福州飞净生物科技有限公司。
安稳+血糖仪 三诺生物传感股份有限公司；HH-6数显恒温水浴锅 金坛区科析仪器有限公司；5804R冷冻离心机 德国Eppendorf公司；KD-BM、BL冷冻包埋机、KD-3358组织切片机、KD-P摊片机、KD-H烘片机 金华科迪仪器设备有限公司；MLS-3020高压灭菌锅 三洋工业株式会社；U-1800紫外可见光分光光度计 日本高新技术公司；GP-2-500电热恒温干燥箱 湖北黄石市医疗器械厂；BX53显微镜 日本奥林巴斯公司。
1.2 实验方法
1.2.1 桑黄多糖的制备
按照王皓等[31]的方法经过简化获取粗多糖SP。在试管中取约0.5 cm2的ST菌块放在平板培养基中活化，等菌丝长满平板时取直径0.5 cm菌块接入种子培养基中放入振荡培养箱中培养7 d后取出，将种子培养基和菌球匀浆处理，将种子液接入发酵基础培养基中培养7 d。培养基配方如下：
平板培养基：200 g马铃薯，20 g葡萄糖，20 g琼脂，1000 mL蒸馏水，121 ℃灭菌，15 min。
种子液培养基：200 g马铃薯，20 g葡萄糖，0.5 g MgSO4，1 g KH2PO4，1000 mL蒸馏水，121 ℃灭菌，15 min，发酵周期7 d。
发酵基础培养基：200 g马铃薯，20 g葡萄糖，0.5 g MgSO4 ，1 g KH2PO4，1000 mL蒸馏水，121 ℃灭菌，15 min，发酵周期7 d。
将发酵后的菌丝球滤出，60 ℃烘干至恒重，烘干后的菌丝体进行粉碎，过40目筛，称取菌丝体粉末0.5 g置于50 mL离心管，固定1:30料液比，进行热水浸提。设定浸提时间为 2.5 h，浸提温度为95 ℃，过滤收集滤液，重复提取两次，合并滤液，旋转蒸发至1/5体积。在浓缩后的滤液中加入4倍的95%乙醇，4 ℃过夜，3000 r/min离心20 min，弃上清液，取沉淀，60 ℃烘干至恒重后备用。
1.2.2 模型建立
水与饲料不限量供给大鼠，鼠房保持干燥、通风、安静。适应性喂养一周普通饲料。本研究已经延边大学实验动物科学中心伦理委员会批准。随机选取8只作为正常对照组（control group，CN）饲喂普通饲料，其余40只供给高糖高脂饲料为造模组。喂食四周后，禁食12 h。禁食后，造模组大鼠接受40 mg/kg STZ溶液的腹膜内注射，而CN组大鼠腹腔注射等量的柠檬酸缓冲液[32]。注射后给大鼠饮用10%蔗糖水溶液1 d，避免胰岛素快速释放造成低血糖死亡[33]。7 h内密切观察大鼠情况，在造模一周后测得空腹血糖（fasting blood glucose，FBG）浓度>11.1 mmol/L视为造模成功[34]，对FPG<11.1 mmol/L大鼠再次腹腔注射STZ（40 mg/kg）[35]。
1.2.3 干预方法
将造模成功的T2DM大鼠随机分为以下5组：模型组（diabetes mellitus group，DM）、阳性对照组（metformin group，MET）、杨树桑黄多糖低剂量（S. vaninii polysaccharide low dose group，SPL）、杨树桑黄多糖中剂量（S. vaninii polysaccharide middle dose group，SPM）、杨树桑黄多糖高剂量（S. vaninii polysaccharide high dose group，SPH）。干预组分别采用杨树桑黄多糖水溶液（25、50、100 mg/kg）与二甲双胍水溶液（150 mg/kg）进行灌胃[36]，CN 组和DM组给予相同量的超纯水，灌胃剂量为0.2 mL/10 g，干预持续4周[36]。
1.2.4 体重、胰岛素水平与FBG值的测定
造模成功后1次/周测定各组体重和FBG浓度，测量当天大鼠禁食半天，水正常供应，采用大鼠尾部采血[37]，并用血糖仪测量FBG。使用试剂盒测量血清胰岛水平。计算大鼠胰岛素抵抗指数（homeostasis model assessment insulin resistance index，HOMA-IR）[38]，如公式（1）所示。
HOMA-IR=血清胰岛素水平(mIU/L)×空腹血糖浓度(mmol/L)22.5 (1) 1.2.5 葡萄糖耐量测试（OGTT）
干预28 d后，禁食（不禁水）12 h，对6组大鼠进行口服葡萄糖抵抗测试。首先测量FBG，然后通过灌胃给予2 g/kg葡萄糖溶液，随后在30、60、120、180 min测量血糖水平。时间-血糖曲线下面积（Area under the time blood glucose curve，AUC）采用梯形面积计算，如公式（2）。
AUCOGTT(mmol/(L⋅h))=30×G0+2G30+3G60+4G120+2G1802×160 (2) 式中，G0、G30、G60、G120、G180分别为对应时间点的血糖值。
1.2.6 血清、血脂水平测定
经过28 d干预后，眼眶取血收集血清，检测血清中总胆固醇（Total cholesterol，TC）、甘油三酯（Triglyceride，TG）、低密度脂蛋白胆固醇（Low-density lipoprotein cholesterol，LDL-C）、高密度脂蛋白胆固醇（High-density lipoprotein cholesterol，HDL-C）、心肌酶乳酸脱氢酶（Lactate dehydrogenase，LDH）活力水平[39]。
1.2.7 形态病理学观察
收集血清后，脱颈处死并解剖大鼠，取出胰腺和心脏组织，清理后置于4%中性福尔马林中固定[40]。按照HE染色法制片[41]，在显微镜下观察胰腺组织病理形态结构。
1.2.8 心肌氧化应激水平的测定
在心肌组织中加入生理盐水，制备10%组织匀浆，组织中超氧化物歧化酶（Superoxide dismutase，SOD）、过氧化氢酶（Catalase，CAT）活性[38]和脂质过氧化物产物丙二醛（Malondialdehyde，MDA）含量使用试剂盒测定。
1.2.9 心肌组织炎症水平测定
大鼠心肌组织中IL-1β和IL-6水平由相应试剂盒测定。
1.3 数据处理
实验数据用平均值±标准偏差表示，采用SPSS软件进行数据统计处理。P<0.05表示显著差异，P<0.01表示极显著差异[42]。
2. 结果与分析
2.1 杨树桑黄多糖对大鼠体重、FBG浓度及胰岛素水平的调节
造模成功后大鼠毛发粗糙、行动缓慢，“三多一少”症状明显。如表1所示，在造模成功的28 d内，大鼠体重迅速减轻，CN组大鼠体重增加，与DM组相比，经二甲双胍和SP干预的大鼠体重下降速度减缓，同时与干预初相比大鼠更为活泼，毛发更为顺滑。可见SP可以有效减缓体重下降。
表 1 杨树桑黄多糖对大鼠体重的影响Table 1. Effects of S.vaninii polysaccharide on body weight of rats组别 体重 0 d 7 d 14 d 21 d 28 d CN 394.33±4.93Bc 404.33±7.77ABbc 409.00±12.49ABbc 421.33±15.01ABab 434.00±16.52Aa DM 469.33±56.54Aa 450.67±46.92Aa 438.00±45.53Aa 421.67±58.07Aa 410.00±60.03Aa MET 428.33±56.98Aab 456.33±17.39Aa 431.67±12.10Aab 414.00±8.54Aab 400.67±5.13Ab SPL 382.25±19.74Aa 401.25±41.24Aa 387.50±34.03Aa 378.50.32.38Aa 368.75±27.87Aa SPM 395.50±49.13Aa 443.50±61.34Aa 427.75±62.61Aa 412.50.±65.29Aa 396.50±60.35Aa SPH 394.25±45.23Aa 409.00±59.44Aa 395.50±59.79Aa 388.00±61.82Aa 376.75±57.09Aa 注：大写字母和小写字母皆表示数据之间横向比较具有差异，差异显著用不同小写字母表示（P<0.05），差异极显著用不同大写字母表示（P<0.01）。 HOMA-IR变化与胰岛素抵抗水平呈正相关，可用于评价个体胰岛素抵抗水平[36]。如图1 所示，与CN组大鼠相比，DM组大鼠的FBG和HOMA-IR值极显著增加（P<0.01）。经二甲双胍干预后大鼠FBG值极显著下降（P<0.01）。同时HOMA-IR值也极显著减小（P<0.01）。与DM组大鼠相比SP干预组FBG有所降低，其中SPL和SPM两组呈显著差异（P<0.05），HOMA-IR值则呈现极显著下降（P<0.01）。可见SP在一定程度上缓解了由T2DM引发的血糖值升高，并可以显著抑制胰岛素抵抗水平，呈现的治疗效果与传统治疗糖尿病药物二甲双弧相近。
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2.2 杨树桑黄多糖对大鼠葡萄糖耐量的影响
口服葡萄糖耐量试验是一种比FBG值更准确的测量糖代谢功能是否异常的方法，同时也可评价葡萄糖代谢和胰岛β细胞功能，因此两种方法可互相补充。图2可观察到，干预初始（0 min），糖尿病大鼠FBG升高且糖耐量受损，DM组大鼠的FBG为21.58 mmol/L，比CN组高6.29倍，且MET组和SP组大鼠FBG均低于DM组。前30 min，所有大鼠血糖水平迅速升高。30 min后，除CN组外其他各组血糖浓度达到峰值，随后逐渐降低，至120 min时恢复到初始值附近。120 min后，CN组血糖浓度达到峰值，随后逐渐降低，与其他组不同，DM组此时血糖浓度开始徒增，是因为其胰岛素抵抗与胰岛β细胞功能障碍，胰岛素合成或分泌减少，进而促使血清胰岛素水平的降低[43−44]，同时血糖波动也是糖尿病并发症的独立危险因素[45]。180 min时各组均恢复到初始值附近。
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图 2 杨树桑黄多糖对大鼠口服葡萄糖耐量和AUCOGTT的影响Figure 2. Effects of polysaccharide from S. vaninii on oral glucose tolerance and AUCOGTT in rats为了更直观观察干预效果，制作了AUCOGTT。如图2所示，与CN组相比，DM组大鼠 AUCOGTT上升呈极显著差异（P<0.01）；与DM组相比，MET组和SP组的AUCOGTT均有不同程度的下降，其中MET组无显著性差异，SP组差异显著（P<0.05），且SPM组治疗效果最佳，可见SP在降低T2DM大鼠FBG值和改善糖耐量受损上具有较好的治疗效果。
2.3 杨树桑黄多糖对大鼠脂代谢的影响
TC、TG、LDL-C和HDL-C是血脂的重要组成。如图3所示，与CN组相比，患病组的四个指标表现出不同程度的升高，说明长期高糖高脂饮食导致了大鼠脂质代谢紊乱。与DM组相比，MET组的四个指标均极显著下降（P<0.01），SPL组的TG和TC极显著升高（P<0.01），LDL-C和HDL-C呈上升趋势；SPM组的TC和HDL-C呈下降趋势，TG显著上升（P<0.05），LDL-C呈上升趋势；SPH组的TG水平极显著下降（P<0.01），TC和LDL-C水平显著降低（P<0.05），HDL-C水平也出现下降趋势。这与高伟华等[46]对2型糖尿病小鼠脂代谢的研究结果一致。表明SPM已经对T2DM大鼠有了一定的改善效果，随着多糖剂量的增加，对于TG、TC和LDL-C的改善效果越明显，呈现出剂量依赖关系。
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图 3 杨树桑黄多糖对大鼠脂代谢的影响Figure 3. Effects of polysaccharide from S. vaninii on lipid metabolism in rats2.4 杨树桑黄多糖对大鼠血清 LDH 的影响
如图4所示，DM组大鼠的血清LDH活性与CN组大鼠相比极显著增加（P<0.01），LDH因心肌损伤而从心肌细胞逸出。与DM组相比，干预组可降低LDH活性呈极显著状态（P<0.01），说明SP可以对心肌组织产生保护作用，以缓减心肌损伤，进而降低LDH从心肌细胞外逸。
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图 4 杨树桑黄多糖对大鼠血清 LDH 水平的影响Figure 4. Effects of polysaccharide from S. vaninii on serum LDH level in rats2.5 杨树桑黄多糖对大鼠胰腺和心肌组织形态结构的影响
HE 染色后，胰腺组织在光学显微镜下观察到（图5）：发现DM组大鼠胰岛细胞数量与CN组相比减少，胰岛形状不规则、变形受损严重、边界模糊。与DM组相比，干预组大鼠的胰岛细胞数目明显增加，细胞更加完整。SP组内SPM和SPH的胰岛细胞恢复的比MET组更好。
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图 5 杨树桑黄多糖对大鼠胰腺组织病理形态的影响（200×）注：A：CN组，B：DM组，C：MET组，D：SPL组，E：SPM组，F：SPH组，图6同。Figure 5. Effects of polysaccharide from S. vaninii on the pathological morphology of pancreatic tissue in rats (200×)如图6，大鼠心肌组织染色结果所示，CN组大鼠组织正常且颜色深润，心肌细胞排列整齐，梭形细胞间隙均匀，心肌纤维连续。DM组心肌细胞排列紊乱明显，部分细胞破裂，细胞间隙不一，局部可见炎性细胞浸润并伴有空泡变性。二甲双胍和SP干预后，相较DM组各干预组心肌病变组织结构改善恢复明显，细胞排列及间隙趋于均匀，空泡化减少，且SP组呈现出明显的剂量依赖性，其中SPH组对心肌细胞的改善优于MET组。表明SP可以有效改善糖尿病引起的心肌炎症现象，缓解心肌组织损伤。
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图 6 杨树桑黄多糖对大鼠心肌组织病理形态的影响（200×）Figure 6. Effects of polysaccharide from S. vaninii on the pathological morphology of myocardial tissue in rats (200×)2.6 杨树桑黄多糖对大鼠心肌抗氧化水平的影响
氧化应激是糖尿病心肌并发症的重要发病机制之一，图7反映了大鼠氧化应激指标的变化。与CN组相比，DM组SOD和CAT活性明显下降，MDA含量明显升高，且呈现极显著差异（P<0.01）。经二甲双弧和SP干预后，与DM组相比，MET组SOD活性显著升高（P<0.05），CAT活性极显著升高（P<0.01）；SP组SOD活性升高呈极显著状态（P<0.01），CAT活性在SPL组显著升高（P<0.05），在SPM和SPH组极显著升高（P<0.01），SP组内呈现剂量依赖性；MET组和SP组MDA含量较DM组极显著下降（P<0.01）。可见SP能有效提高T2DM大鼠的抗氧化能力，以缓解氧化应激反应对心肌组织的损伤。
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图 7 杨树桑黄多糖对大鼠心肌 SOD、CAT 活性和MDA 含量的影响Figure 7. Effects of polysaccharide from S. vaninii on SOD, CAT activity, and MDA content in rat myocardium2.7 杨树桑黄多糖对大鼠心肌炎症因子的影响
如图8所示，DM组和SP组大鼠心肌组织中IL-1β和IL-6的含量与CN组相比极显著增加（P<0.01），说明大鼠心肌组织已存在一定程度病变，炎症反应是导致T2DM大鼠心肌组织损伤的原因之一。MET组的IL-1β含量显著低于DM组（P<0.05），IL-6含量极显著低于DM组（P<0.01）。经SP干预后仅SPH组降低了T2DM大鼠心肌组织中IL-1β和IL-6的含量。以上结果说明，SP在降低炎症水平，缓解炎症损伤上效果不佳，且只有达到一定剂量才能够降低T2DM心肌组织的炎症细胞因子，起到改善效果。
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图 8 杨树桑黄多糖对大鼠心肌 IL-1β和 IL-6 含量的影响Figure 8. Effects of S. vaninii polysaccharide on IL-1β and IL-6 content in rats myocardial3. 讨论与结论
T2DM是一种内分泌疾病，是胰岛素分泌减少和敏感性降低、相关生物功能障碍等多因素共同作用的结果，以血糖升高为主要临床表现[47]。血糖维持高状态时间长会诱发多种糖尿病并发症。桑黄多糖具有降血糖的功能，基于该功能本文推测杨树桑黄多糖可对由 T2DM 引发的心脏损伤有一定缓解作用。
本实验采用 STZ 联合高糖高脂饲料诱发大鼠产生 T2DM。造模成功后，灌胃杨树桑黄多糖水溶液观察其对 T2DM 大鼠的治疗作用。高血脂是引发胰岛素抵抗的主要原因之一，实验结果表明杨树桑黄多糖对 T2DM 大鼠的高血糖和胰岛素抵抗有明显的缓解作用，但对高血脂仅有缓解脂代谢紊乱的趋势且对剂量有依赖。胰岛β细胞占胰岛细胞数量的60%~80%，而胰岛素是胰岛β细胞分泌的重要激素，使血糖进入细胞内，对糖的代谢、脂肪的代谢、蛋白质的代谢等都起着重要的作用[48−49]。本实验通过观察大鼠胰腺HE染色切片发现，与CN组相比DM组的胰岛细胞数量减少，变形受损严重。实验证明杨树桑黄多糖可以缓解T2DM 大鼠的高血脂症状，增加T2DM大鼠的胰岛细胞，缓解胰腺组织的病变。Feng等[27]也有类似发现。
糖尿病心肌损伤是由糖尿病引发的心肌损害[48]。LDH 是评价心肌损伤的重要指标之一，其是一种存在于心肌细胞中的糖酵解酶[50]。本实验发现，LDH 在患病大鼠血清中显著增加，说明其心肌组织发生了一定程度病变。心肌损伤形成的机制是复杂的，其中糖尿病患者心肌损伤的重要发病机制是在持续的高血糖诱导而形成的炎症反应和氧化应激水平的增加[51−52]。综上所述，杨树桑黄多糖通过上调 T2DM 大鼠心肌中 SOD 和 CAT 水平，增强心肌抗氧化能力，其中 SOD 组内无明显变化；抑制 MDA 增加，减轻氧化应激损伤，随着杨树桑黄多糖剂量的增加大鼠 MDA 代谢逐渐恢复趋近 CN 组正常代谢水平；抑制 IL-6 和 IL-1β 的水平，缓解由于炎症造成的损伤。通过对大鼠心脏 HE 染色切片观察，发现 T2DM 会导致心肌组织出现局部炎性细胞浸润并伴有空泡化，经 SP 干预后，病变症状可以有效被缓解，从而抑制 LDH 向血液外逸，但在改善心肌组织炎症因子水平方面效果不佳并呈现剂量依赖性，综合表明 SP 可以发挥心肌组织保护作用。因此，杨树桑黄有望成为一种新型抗糖尿病的食用菌，同时为杨树桑黄的功能性产品开发提供理论依据，为进一步探讨 SP 对糖尿病心肌损伤的保护机制提供一定的理论基础，但具体的作用机制还需要进行进一步研究。
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图 2 杨树桑黄多糖对大鼠口服葡萄糖耐量和AUCOGTT的影响
Figure 2. Effects of polysaccharide from S. vaninii on oral glucose tolerance and AUCOGTT in rats
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图 3 杨树桑黄多糖对大鼠脂代谢的影响
Figure 3. Effects of polysaccharide from S. vaninii on lipid metabolism in rats
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图 4 杨树桑黄多糖对大鼠血清 LDH 水平的影响
Figure 4. Effects of polysaccharide from S. vaninii on serum LDH level in rats
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图 5 杨树桑黄多糖对大鼠胰腺组织病理形态的影响（200×）
注：A：CN组，B：DM组，C：MET组，D：SPL组，E：SPM组，F：SPH组，图6同。
Figure 5. Effects of polysaccharide from S. vaninii on the pathological morphology of pancreatic tissue in rats (200×)
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图 6 杨树桑黄多糖对大鼠心肌组织病理形态的影响（200×）
Figure 6. Effects of polysaccharide from S. vaninii on the pathological morphology of myocardial tissue in rats (200×)
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图 7 杨树桑黄多糖对大鼠心肌 SOD、CAT 活性和MDA 含量的影响
Figure 7. Effects of polysaccharide from S. vaninii on SOD, CAT activity, and MDA content in rat myocardium
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图 8 杨树桑黄多糖对大鼠心肌 IL-1β和 IL-6 含量的影响
Figure 8. Effects of S. vaninii polysaccharide on IL-1β and IL-6 content in rats myocardial
表 1 杨树桑黄多糖对大鼠体重的影响
Table 1 Effects of S.vaninii polysaccharide on body weight of rats
组别 体重 0 d 7 d 14 d 21 d 28 d CN 394.33±4.93Bc 404.33±7.77ABbc 409.00±12.49ABbc 421.33±15.01ABab 434.00±16.52Aa DM 469.33±56.54Aa 450.67±46.92Aa 438.00±45.53Aa 421.67±58.07Aa 410.00±60.03Aa MET 428.33±56.98Aab 456.33±17.39Aa 431.67±12.10Aab 414.00±8.54Aab 400.67±5.13Ab SPL 382.25±19.74Aa 401.25±41.24Aa 387.50±34.03Aa 378.50.32.38Aa 368.75±27.87Aa SPM 395.50±49.13Aa 443.50±61.34Aa 427.75±62.61Aa 412.50.±65.29Aa 396.50±60.35Aa SPH 394.25±45.23Aa 409.00±59.44Aa 395.50±59.79Aa 388.00±61.82Aa 376.75±57.09Aa 注：大写字母和小写字母皆表示数据之间横向比较具有差异，差异显著用不同小写字母表示（P<0.05），差异极显著用不同大写字母表示（P<0.01）。 
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